Nach dem die vorliegenden Symptome hinweisend für eine Dermatophytose sind, ist es wichtig den Erreger zu isolieren und zu erkennen. Denn nur so kann die passende und zielführende Therapie eingeleitet und eine langfristige Besserung und Heilung erreicht werden.
Diagnostik
Einfache Untersuchungstechniken
Interessanterweise gibt es momentan keinen Test als Goldstandard zur Diagnosestellung einer Dermatophytose [76]. Die Zytologie kann Hinweise auf eine Dermatophytose liefern [53]. Ihre Durchführung beinhaltet die mikroskopische Untersuchung von Haaren (Trichogramm) und Schuppen auf Hyphen und Sporen. Bereits bei 10-facher Vergrößerung erscheinen befallene Haare blass und strukturgeschädigt [72], bei 40-facher Vergrößerung können Manschetten von Arthrosporen sichtbar werden [72]. Je nach Studienlage weist die Zytologie zwischen 41% und 93% der M. canis -Fälle nach [76]. Das Probenmaterial kann in Kaliumhydroxid (KOH) unterschiedlicher Konzentration, Lactophenolblaulösung, Mineralöl oder Chlorphenolac (Mischung aus Chloralhydrat, Phenol und Laktat) fixiert werden [2], [26], [92]. Die Untersuchungsmethode mit KOH stammt allerdings aus der Humanmedizin und lässt endothrixe (im Haar wachsende) Pilze durch die Auflösung des Keratins besser sichtbar werden. Da die beim Tier auftretenden Dermatophyten ektothrix, d. h. auf der Oberfläche des Haarschafts wachsen, reicht eine Färbung mit Lactophenolblau oder ein Nativpräparat mit Mineralöl völlig aus. Căpitan et al. [17] zeigten, dass sich die direkte lichtmikroskopische Diagnostik durch illustrierte Anleitungen verbessern lässt. Sie ließen Tierärzte gefärbte und ungefärbte Präparate begutachten. Das Hinzuziehen von Bildern infizierter und nicht infizierter Haare verbesserte signifikant die Fähigkeit der Untersuchenden, infizierte von nicht infizierten Haaren zu unterscheiden.
Zwei praktische und einfache Methoden bieten weitere Hinweise auf eine eventuell vorliegende Dermatophytose: die Untersuchung mit der Wood‘schen Lampe und die Dermoskopie. Die Wood‘sche Lampe, ein wichtiges diagnostisches Werkzeug in der Kleintierpraxis, weist durch UV-Licht einer speziellen Wellenlänge den Tryptophanmetaboliten Pteridin im Haar nach, den der Dermatophyt beim Nährstoffabbau als Abfallprodukt produziert [27]. Studienabhängig werden mit der Lampe zwischen 30 und 100 % der M. canis -Fälle nachgewiesen [76]. Die Verlässlichkeit lässt sich durch Training des Untersuchers steigern. Wenn der Untersucher nach einer bekannten Infektion sucht, z. B. bei experimentell infizierten Haaren, können bis zu 100 % der mit M. canis infizierten Haare mit der Wood‘schen Lampe erkannt werden [76]. Fluoreszierende Haare sind am häufigsten bei unbehandelten Infektionen zu finden [32]. Neben M. canis induzieren weitere, in der Kleintierpraxis sehr seltene Pilze (z. B. T. schoenleinii) eine Fluoreszenz unter der Wood‘schen Lampe [76]. Als positiver Befund gilt nur eine Fluoreszenz entlang des Haarschafts. Auch nach erfolgreicher Therapie bleibt der Metabolit Pteridin im Haar zurück und kann beim Nachwachsen des Haares als „glowing tip“ beobachtet werden [76]. Fluoreszierende Schuppen oder großflächige Fluroeszenz sind nicht diagnostisch für eine Dermatophytose, weil Seifen, Kosmetika und Bakterien ebenfalls Fluoreszenz hervorrufen können [4], [18].
Bei der in der Kleintierpraxis noch wenig untersuchten Dermoskopie sind vor allem „kommaförmige Haare“ bei Katzen mit Dermatophytose zu erkennen [49], [93]. Diese Veränderungen sind auch bei infizierten menschlichen Haaren typisch [49]. Die Dermoskopie kann bei der Auswahl von Haaren für eine Pilzkultur als Hilfsmittel dienen [34].
Weiterführende Diagnostik
Eine weiterführende Diagnostik kann durch eine Dermatophyten-PCR oder Dermatophytenkultur erfolgen. Der Vorteil der PCR besteht hauptsächlich in der schnellen Verfügbarkeit der Testergebnisse [32]. Ein positiver PCR-Befund kann allerdings auch nicht lebensfähige Pilzorganismen (z. B. bei erfolgreich behandelter Infektion) nachweisen [76]. Ein falsch negativer Befund kann andererseits auf einem zu engen Spektrum von Dermatophytenmarkern beruhen [76]. Die kommerzielle quantitative PCR (qPCR) gibt Auskunft über Gattung und Art des vorliegenden Dermatophyten. In der Studie von Moriello et al. [78] zeigte sich, dass der qPCR Assay für Microsporum spp. nützlicher für die Diagnose der Dermatophytose war, während sich der qPCR-Assay für M. canis bei der Bestätigung der mykologischen Heilung als hilfreicher erwies.
Eine positive Dermatophytenkultur weist lediglich das Vorhandensein von aktiven, lebensfähigen Pilzsporen auf dem Haarkleid nach [76]. Wie bei jedem diagnostischen Verfahren treten hier falsch positive und falsch negative Testergebnisse auf [98]. Letztgenannte ergeben sich beispielsweise durch unzureichendes Wissen über die Beprobungstechnik, das Inokulieren einer Pilzkultur mit der Zahnbürste und das Beimpfen der Pilzkulturplatte, ebenso bei einer Überwucherung der Pilzkulturplatten [98]. Material für eine Pilzkultur kann mit der Mackenzie-Technik, der Klebebandtechnik oder durch Auszupfen von Haaren gewonnen werden. Bei der bevorzugten Mackenzie-Technik wird mit einer sterilen Zahnbürste einige Minuten über den Körper des Tieres und dann über die Läsion gebürstet [76]. Zahnbürsten werden bevorzugt, weil in frühen Stadien der Erkrankung die Arthrosporen nahe der Hautoberfläche verborgen sind und die Zahnbürste diese gut aufsammeln kann [72]. Zudem ängstigt diese Methode Katzen weniger als die anderen beiden Techniken [72]. Falsch positive Ergebnisse können entstehen, da mit dieser Technik auch von Trägertieren Sporen aus dem Haarkleid gesammelt werden [72]. Für möglichst zuverlässige Ergebnisse ist es wichtig, bei der Übertragung des Materials auf den Agar die Zahnbürste nur ganz sanft auf die Oberfläche des Agars zu drücken, ohne zusätzliches Material von der Zahnbürste auf den Agar zu übertragen [33]. Bei der mit der Mackenzie-Methode vergleichbaren Klebebandtechnik wird ein Streifen Klebeband auf die Läsionen gedrückt und dann auf die Oberfläche einer Pilzkulturplatte sanft aufgedrückt [99]. Die dritte Technik besteht darin, Haare auszuzupfen oder Krusten vom Rand der verdächtigen Läsionen zu gewinnen [98]. Diese Methode ist weniger sensibel als die Mackenzie- oder Klebebandmethode [98].
Die Biopsie stellt eine invasive und daher selten angewandte, aber verlässliche Methode für die Dermatophytendiagnostik dar, solange Spezialfärbungen für Dermatophyten Verwendung finden). Allerdings eignet sie sich nicht, um Dermatophytenarten verlässlich zu unterscheiden [76].
Zum Ausschluss einer Onychomykose empfehlen Mueller et al. [79] eine Pilzkultur. Die Kralle kann vor der Gewebegewinnung mit Alkohol gereinigt werden, um bakterielle Kontaminationen zu minimieren. Als Probenmaterial dienen Hornschuppen aus dem Krallenfalz oder dem proximalen Teil betroffener Krallen.
Die Überwachung des Therapieerfolgs kann durch das klinische Ansprechen, die Verwendung der Wood‘schen Lampe und anhand einer Pilzkultur (abnehmende Anzahl koloniebildender Einheiten) erfolgen [76].
Therapie
Systemische antimykotische Therapie
Als systemische Antimykotika kommen bei Hund und Katze am häufigsten Griseofulvin, Itraconazol, Ketoconazol und Terbinafin zur Anwendung [77]. Terbinafin und Itraconazol sind die wirksamsten sowie sichersten Therapieoptionen gegen Dermatophytose in der Veterinärmedizin [76], [77].
Griseofulvin
Das Mykotoxin Griseofulvin hemmt die Mitose und Nukleinsäuresynthese von Chitin, einem kritischen Bestandteil der äußeren Zellwand von Dermatophyten [41], [61], [76]. Die Resorption von Griseofulvin ist in Kombination mit fetthaltiger Nahrung erhöht [23]. Im Vergleich zu Itraconazol und Terbinafin hat es mehr Nebenwirkungen: Es ist für Katzen teratogen und kann zu Pruritus, Unwohlsein, Anorexie, Ganganomalien und Hautrötungen führen [45], [51], [52]. Bei Katzen mit einer FIV-Infektion scheint ein erhöhtes Risiko für eine durch Griseofulvin verursachte Neutropenie zu bestehen: So entwickelten in einer Studie [96] 6 von 7 Katzen mit einer FIV-Infektion nach Griseofulvongabe eine schwerwiegende Neutropenie (Neutrophile < 400/µl bei 4 Tieren) aufgrund einer idiosynkratischen Knochenmarksuppression und eine der Katzen starb an Sepsis [96].
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Itraconazol
Das zu den Triazolen gehörende Itraconazol zerstört durch die Blockade des Cytochrom-P450-Enzyms die Zellwandintegrität der Dermatophyten [12]. Itrafungol ist ein für Katzen zugelassenes Präparat. In niedrigen Dosen wirkt Itraconazol fungistatisch und in hohen Dosen fungizid [12]. Um die Absorption zu verstärken und gastrointestinale Nebenwirkungen zu verringern, sollte Itraconazol mit dem Futter verabreicht werden [111]. Bei Hunden wird es in der Regel gut vertragen, wobei als häufigste Nebenwirkungen Appetitlosigkeit und erhöhte Aktivität der Leberenzyme auftreten [54], [94], [102]. Bei Katzen kann Itraconazol Durchfall, Hyporexie und Erbrechen verursachen [105]. Bislang wurden keine Todesfälle auf Itraconazol zurückgeführt [87], eine beschriebene tödliche Lebertoxizität bei Katzen ließ sich nicht verifizieren [77].
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Ketokonazol
Dieser Wirkstoff, ein weiteres Azol, zeigt eine gute Wirksamkeit gegen Dermatophyten [29]. Es senkt den Ergosterolspiegel und bewirkt eine Anreicherung von toxischen Sterolen in der Zellmembran der Pilze [103]. Säugetierzellen hingegen können exogenes Cholesterol aus der Nahrung verwenden und so die Wirkungen von Ketokonazol kompensieren [77]. Ketokonazol hat diverse pharmakologische Wechselwirkungen: eine gesteigerte Plasmakonzentration von Ciclosporin bei Hunden und Katzen sowie erhöhte Midazolam- und Ivermectinspiegel bei Hunden [110]. Wie Itrakonazol ist Ketokonazol stark lipophil und reichert sich im Fettgewebe an [39]. Eine Verabreichung mit Futter verbessert die Resorption [39]. Bei Katzen kann es zu erhöhter Kalzium- und Albuminkonzentration, gesteigerter AP-Aktivität sowie zu trockenem Fell und Gewichtsverlust kommen [109]. Bei Hundewelpen wurde Nausea als Nebenwirkung beobachtet [29]. In Versuchsmodellen an Ratten zeigte sich Ketokonazol teratogen und senkte die Testosteronproduktion männlicher Tiere [110]. Da es über die Milch ausgeschieden wird, ist von der Anwendung bei laktierenden Tieren abzuraten [8], [104].
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Fluconazol
Das ebenfalls zu den Azolen gehörende Fluconazol besitzt keine gute Wirksamkeit gegen Dermatophyten und sollte eher bei systemischen Mykosen eingesetzt werden [77]. Sein Wirkmechanismus ist dem anderer Azole sehr ähnlich [77]. Als Nebenwirkungen treten Durchfall, Erbrechen sowie erhöhte ALT-Aktivität auf [77].
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Terbinafin
Das Allylamin Terbinafin wirkt antimykotisch, indem es durch die Hemmung der Squalenepoxidase die Sterolbiosynthese der Pilze stärker hemmt als die der Säugetiere [77]. Verglichen mit Griseofulvin, Itraconazol, Ketoconazol oder Fluconazol weist dieser Wirkstoff die niedrigste minimale Hemmstoffkonzentration für Microsporum spp. und Trichophyton spp. auf [77]. Terbinafin wird als gut verträglich beschrieben [77]. Selten treten Appetitlosigkeit, Durchfall, Erbrechen oder ein Aktivitätsanstieg der ALT oder AP auf [77].
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Weitere Behandlungsansätze
Lufenuron gehört zu den Benzoyl-Harnstoffen und ist ein Chitinsynthesehemmer [76]. In vitro hat es keine Wirksamkeit gegen Dermatophyten und wird nicht für die Behandlung einer Dermatophytose empfohlen [76]. Impfstoffe gegen Dermatophytose stellen zwar eine mögliche Zusatztherapie dar, allerdings verhindern sie nicht zuverlässig die Infektion des Tieres mit dem Erreger und auch keine klinische Erkrankung [32]. Bei geimpften Tieren ist jedoch für eine klinische Erkrankung eine höhere Infektionsdosis erforderlich und die Manifestation der Dermatophytose kann weniger stark ausgeprägt sein [32].
Therapiekontrolle, -dauer und Heilung
In monatlichen Abständen sollte eine Pilzkultur durchgeführt werden. Das Ansprechen auf die Behandlung wird durch die rasche Abnahme der koloniebildenden Einheiten auf der Kulturplatte bei klinischer Linderung der Läsionen definiert [76]. In Hinblick auf die Heilung lässt sich zwischen klinischer und mykologischer Heilung differenzieren. Letztere wird durch einen negativen Befund der Pilzkultur bestätigt. Liegt dieser vor, kann die Behandlung beendet werden. Da die antimykotische Therapie nach Ansicht einiger Experten das Pilzwachstum auf Kulturböden hemmt, empfehlen einige Autoren eine 2. Pilzkultur 4 Wochen nach Ende der Behandlung [32].
Topische antimykotische Therapie
Die topische Therapie verringert das Risiko der Ansteckung, indem das Haarkleid desinfiziert und die Kontamination der Umgebung minimiert wird [83]. Als wirksame topische Therapie bei Hunden und Katzen wird derzeit die 2-mal wöchentliche Anwendung von Miconazol-Chlorhexidin, Enilconazol oder Lime-Sulfur (Kalkschwefel) favorisiert [76]. Mason et al. [60] untersuchten die alleinige Wirkung von Miconazol als Shampoo-Formulierung und ermittelten die beste Wirksamkeit in Kombination mit Chlorhexidin. Bei Kontakt mit der Haut entsteht aus Kalkschwefel Schwefelwasserstoff, der fungizid sowie keratolytisch wirkt [56], [108]. Bekannte Nebenwirkungen von Kalkschwefel sind Austrocknung und Gelbfärbung der Haut sowie Haarausfall [76]. Mehreren Studien zufolge ist Enilconazol, ein Imidazol, gegen M. canis und Trichophyton spp. ebenso wirksam wie Kalkschwefel [70], [73]. Das Breitbandantimykotikum Enilconazol ist in Deutschland für Rinder, Pferde und Hunde unter dem Handelsnamen Imaverol® zugelassen [24]. Die Lösung wird nach frischer Verdünnung mit 50 Teilen lauwarmem Wasser als 0,2 %ige Emulsion zum Waschen des Tieres verwendet, und zwar 4-mal jeweils 1-mal täglich in 3- bis 4-tägigen Abständen [24]. In 4 Studien wurde die topische Behandlung mit Enilconazol bei Katzen evaluiert und zeigte sich wirksam [20], [40], [47], [50]. Beobachtete Nebenwirkungen waren Speicheln über mehrere Minuten nach der Anwendung, Verfärbung und Trockenheit des Haarkleids; Veränderungen im Blutbild und bei Serumparametern wurden nicht beschrieben [50].
Terbinafin hat eine gute systemische und topische Wirksamkeit [81]. Eine Studie mit 8 Hunden zeigte die Wirksamkeit der Substanz auf topischer Ebene bei einer 2-mal wöchentlichen Anwendung als Shampoo (Terbinafin und Chlorhexidin) [81].
Für den Wirkstoff Climbazol existiert bislang nur eine In-vitro-Studie, die eine gute Wirksamkeit bei 0,5 %iger Konzentration beschreibt [77]. Auch für Ketokonazol fehlen In-vivo-Studien zur topischen Therapie. Ein Shampoo mit Ketoconazol und Chlorhexidingluconat zeigte eine gute Wirksamkeit gegen Sporen von M. canis und Trichophyton spp. in vitro [77]. In einer weiteren In-vitro-Studie waren Haarproben nach 8 Behandlungen mit einem Ketoconazol-Shampoo kulturnegativ [107]. Zu beschleunigtem Wasserstoffperoxid gibt es bislang ebenfalls keine In-vivo-Studien [77]. In einer In-vitro-Studie mit 7 %igem Shampoo wirkte es zu 100 % sporizid gegen Sporen von M. canis und Trichophyton spp. [77].
Zusammenfassend lässt sich die topische Therapie wie folgt bewerten: Miconazol-Shampoos sind in vitro wirksam, in vivo jedoch erfolgreicher, wenn die Substanz mit Chlorhexidin kombiniert wird [86], [88], [89]. Produkte mit Climbazol oder beschleunigtem Wasserstoffperoxid sowie Terbinafin-Shampoos können aufgrund der noch unzureichenden In-vitro-Studienlage momentan nicht definitiv empfohlen werden [76]. Chlorhexidin als Monotherapeutikum ist wenig wirksam [30].
Nach Wissen der Autoren liegen keine Studien zu Cremetherapien beim Tier vor. Aufgrund der weiten Ausbreitung des Dermatophyten über die Primärläsion hinaus wäre die Behandlung flächendeckend anzuwenden und ist deshalb wenig praktikabel.
Umweltbehandlung
Die Umweltbehandlung dient hauptsächlich dazu, das Potenzial für falsch positive Pilzkulturen zu minimieren [72]. Die Infektion eines Tieres rein aus der Umwelt ist selten [76]. Auch eine Lungenmykose wird nicht durch Dermatophytensporen verursacht, sondern durch Schimmelpilze wie Mucor, Rhizopus, Aspergillus und Cladosporium [64]. Bei der Kontamination der Umwelt mit Sporen spielt die Oberflächenbeschaffenheit einer Substanz keine Rolle, sie kann sowohl weich als auch hart sein [76].
Durch Kürzen der Haare im Bereich der Läsionen und topische Therapie lässt sich die Kontamination der Umgebung geringhalten [66]. Gerade bei Katzen sollten diese Maßnahmen jedoch sorgfältig abgewogen werden, denn Faktoren wie Sedation, erhöhtes Sonnenbrandrisiko sowie Mikrotraumata der Haut können sich nach der Prozedur als problematisch herausstellen [72]. Das Kürzen der Haare am gesamten Körper ist nur bei großflächigen Dermatophytenläsionen, langhaarigen Tieren oder verfilztem Haarkleid nötig [72]. Statt einer Schur empfiehlt sich die Verwendung einer Metallschere mit stumpfem Vorderende [72]. Die abgeschnittenen Haare werden in ein Plastikbehältnis verbracht und im medizinischen Sondermüll entsorgt. Die Isolierung des Patienten wird empfohlen [84], doch muss diese Phase gerade bei Jungtieren so kurz wie möglich gehalten werden, um Sozialisationsprobleme zu vermeiden [76]. Auf aktuelle Empfehlungen und Vorgaben zur Isolation und Bestandsbehandlung soll in diesem Rahmen nicht im Detail eingegangen werden, diese sind in den Leitlinien für Dermatophytose des European Scientific Council for Companion Animal Parasitology (ESCCAP) ausgeführt [32].
Eine 2-mal wöchentliche Reinigung in Wohnhäusern ist anzuraten [75]. Tierhaare sollten täglich aus der Wohnumgebung entfernt werden [75]. Mit einem Dampfreinigungsgerät kann bei der Dekontamination von Wohnflächen eine hohe Keimzahlreduktion erreicht werden [7]. Die Reinigungsdauer muss hierbei nur wenige Sekunden betragen (Bedampfungszeit 1–3 Sekunden) [7]. Der Effekt dieses Geräts hinsichtlich der Dezimierung von Pilzsporen auf Linoleum, Polyvinylchlorid und Fliesenböden wurde in einer Studie als hochsignifikant eingestuft [7]. Als einfaches Haushaltsmittel eignen sich, sogar bei geringer Einwirkzeit, Natriumhypochlorit (Haushaltsbleiche) oder Kaliumperoxymonosulfat (1 %ig für Teppiche) [69], [71]. Die Wirkung von beschleunigtem Wasserstoffperoxid, vor allem gegen M. canis und Trichophyton spp., wurde in einer In-vitro-Studie dokumentiert [71]. Ätherische Öle, wie Neral, Limonen und Geranial, zeigten nur in In-vitro-Studien eine gute Wirksamkeit [82]. Waschbare Materialien können allein durch Waschen dekontaminiert werden [76]. Das Waschmittel sollte gut verträglich und oberflächenkompatibel sein. Ein bewährter Wirkstoff ist Enilkonazol [113]. Interessanterweise spielt beim Waschvorgang weder die Temperatur noch der Zusatz von fungiziden Mitteln noch das mechanische Trocknen eine Rolle [74]. Textilien lassen sich allein durch 2 Waschdurchläufe im längsten Programm bei jeder Wassertemperatur dekontaminieren [74]. Waschmaschinen und Staubsauger können beispielsweise mit beschleunigtem Wasserstoffperoxid gereinigt werden [74]. Eine Dekontaminationskontrolle der Umwelt ist lediglich dann ratsam, wenn falsch positive Pilzkulturen ausgeschlossen werden sollen [84].
Fazit für die Praxis
Die häufigste Dermatophyteninfektion erfolgt bei Hunden und Katzen durch Vertreter der Gattungen Microsporum, Nannizzia oder Trichophyton [59]. Die Nomenklatur der Dermatophyten wurde kürzlich nach neuen Kriterien aktualisiert [28], wobei sich die umfangreichsten Veränderungen bei den Gattungen Arthroderma, Microsporum und Nannizzia ergaben. Die Dermatophytose kommt bei nicht juckenden hypotrichoten Läsionen differenzialdiagnostisch infrage [32]. Momentan gibt es für die Diagnostik keinen Goldstandard [76], zur Anwendung kommen Trichogramme, Wood‘sche Lampe, Pilzkulturen und PCR. Eine individuelle, an die klinische Symptomatik angepasste Therapie ist empfehlenswert, um die Dauer der Erkrankung zu minimieren und eine Übertragung auf andere Tiere oder Menschen zu verhindern. Terbinafin und Itraconazol sind aktuell die wirksamsten und sichersten Optionen einer systemischen Behandlung [77]. Topisch empfiehlt sich eine Therapie mit Miconazol-Chlorhexidin, Enilconazol oder Kalkschwefel [76], [77]. Impfstoffe gegen Dermatophytose verhindern zwar nicht die Infektion eines Tieres, doch ist für eine klinische Manifestation eine größere Sporendosis notwendig [32]. Zur Umgebungsbehandlung eignen sich beschleunigtes Wasserstoffperoxid, Natriumhypochlorit oder Kaliumperoxymonosulfat [69], [71]. Das klinische Bild, die Fluoreszenz unter der Wood‘schen Lampe sowie Pilzkulturen (abnehmende Anzahl koloniebildender Einheiten) können als Indikatoren zur Therapieüberwachung verwendet werden [76].
(RG)
Der Originalartikel ist erschienen in:
1 Abramo F, Vercelli A, Mancianti F. Two cases of dermatophytic pseudomycetoma in the dog: an immunohistochemical study. Vet Dermatol 2001; 12: 203-207
2 Achten G. The use of detergents for direct mycologic examination. J Invest Dermatol 1956; 26: 389-397
3 Angarano DW, Scott DW. Use of ketoconazole in treatment of dermatophytosis in a dog. J Am Vet Med Assoc 1987; 190: 1433-1434
4 Asawanonda P, Taylor CR. Wood’s light in dermatology. Int J Dermatol 1999; 38: 801-807
5 Baldo A, Tabart J, Vermout S. et al. Secreted subtilisins of Microsporum canis are involved in adherence of arthroconidia to feline corneocytes. J Med Microbiol 2008; 57: 1152-1156
6 Baldo A, Monod M, Mathy A. et al. Mechanisms of skin adherence and invasion by dermatophytes. Mycoses 2012; 55: 218-223
7 Bayerl V. Prüfung der keimreduzierenden Wirkung eines Dampfreinigungsgerätes anhand mikrobiologischer Untersuchungen [Dissertation]. München: Ludwig-Maximilians-Universität; 2016
8 Bechter R, Schmid BP. Teratogenicity in vitro – a comparative study of four antimycotic drugs using the whole-embryo culture system. Toxicol In Vitro 1987; 1: 11-15
9 Berg JC, Hamacher KL, Roberts GD. Pseudomycetoma caused by Microsporum canis in an immunosuppressed patient: a case report and review of the literature. J Cutan Pathol 2007; 34: 431-434
10 Bergman RL, Medleau L, Hnilica K. et al. Dermatophyte granulomas caused by Trichophyton mentagrophytes in a dog. Vet Dermatol 2002; 13: 51-54
11 Bond R, Middleton DJ, Scarff DH. et al. Chronic dermatophytosis due to Microsporum persicolor infection in three dogs. J Small Anim Pract 1992; 33: 571-576
12 Bossche HV, Koymans L, Moereels H. P450 inhibitors of use in medical treatment: focus on mechanisms of action. Pharmacol Ther 1995; 67: 79-100
13 Breuer-Strosberg R. Reported frequency of dermatophytes in cats and dogs in Austria. Dtsch Tierarztl Wochenschr 1993; 100: 483-485
14 Cabanes FJ, Abarca ML, Bragulat MR. Dermatophytes isolated from domestic animals in Barcelona, Spain. Mycopathologia 1997; 137: 107-113
15 Cafarchia C, Romito D, Sasanelli M. et al. The epidemiology of canine and feline dermatophytoses in southern Italy. Mycoses 2004; 47: 508-513
16 Cafarchia C, Iatta R, Latrofa MS. et al. Molecular epidemiology, phylogeny and evolution of dermatophytes. Infect Genet Evol 2013; 20: 336-351
17 Căpitan R, Schievano C, Noli C. Evaluation of the value of staining hair samples with a modified Wright-Giemsa stain and/or showing illustrated guidelines for the microscopic diagnosis of dermatophytosis in cats. Vet Dermatol. 201818 Caplan RM. Medical uses of the Wood’s lamp. JAMA 1967; 202: 1035-1038
19 Carlotti D, Bensignor EJVD. Dermatophytosis due to Microsporum persicolor (13 cases) or Microsporum gypseum (20 cases) in dogs. Vet Dermatol. 2002
20 Carlotti DN, Guinot P, Meissonnier E. et al. Eradication of feline dermatophytosis in a shelter: a field study. Vet Dematol 2010; 21: 259-266
21 Cerundolo R. Generalized Microsporum canis dermatophytosis in six Yorkshire terrier dogs. Vet Dematol 2004; 15: 181-187
22 Chen C, Su B. Concurrent hyperadrenocorticism in a minature schnauzer with severe Trichophyton mentagrophytes infection. Vet Dermatol 2002; 13: 211-229
23 Chiou WL, Riegelman S. Preparation and dissolution characteristics of several fast-release solid dispersions of griseofulvin. J Pharm Sci 1969; 58: 1505-1510
24 CliniPharm/CliniTox. Tierarzneimittel-Kompendium der Schweiz. https://www.vetpharm.uzh.ch/indexcpt.htm (Zugriff am10.7.2019)
25 Cornegliani L, Persico P, Colombo S. Canine nodular dermatophytosis (kerion): 23 cases. Vet Dermatol 2009; 20: 185-190
26 Dasgupta T, Sahu J. Origins of the KOH technique. Clin Dermatol 2012; 30: 238-242
27 Davidson AM, Gregory PH. Note on an investigation into the fluorescence of hairs infected by certain fungi. Can J Res 1932; 7: 378-385
28 de Hoog GS, Dukik K, Monod M. et al. oward a novel multilocus phylogenetic taxonomy for the dermatophytes. Mycopathologia 2017; 182: 5-31
29 De Keyser H, Van den Brande M. Ketoconazole in the treatment of dermatomycosis in cats and dogs. Vet Q 1983; 5: 142-144
30 DeBoer DJ, Moriello KA. Inability of two topical treatments to influence the course of experimentally induced dermatophytosis in cats. J Am Vet Med Assoc 1995; 207: 52-57
31 DeBoer DJ, Moriello KA. Investigations of a killed dermatophyte cell-wall vaccine against infection with Microsporum canis in cats. Res Vet Sci 1995; 59: 110-113
32 Deplazes P, Gottstein B, Nett C. et al. Bekämpfung von Dermatophytosen bei Hunden und Katzen. Adaption der ESCCAP-Empfehlung Nr. 2 für die Schweiz. 03/2016
33 Di Mattia D, Fondati A, Monaco M. et al. Comparison of two inoculation methods for Microsporum canis culture using the toothbrush sampling technique. Vet Dermatol 2019; 30: 60-e17
34 Dong C, Angus J, Scarampella F. et al. Evaluation of dermoscopy in the diagnosis of naturally occurring dermatophytosis in cats. Vet Dermatol 2016; 27: 275-e265
35 Ellis D. Mycology Online. https://mycology.adelaide.edu.au (Zugriff am 1.5.2019)
36 Filipello MV, Gallo MG, Tullio V. et al. Dermatophytes from cases of skin disease in cats and dogs in Turin, Italy. Mycoses 1995; 38: 239-244
37 Giner J, Bailey J, Juan-Sallés C. et al. Dermatophytic pseudomycetomas in two ferrets (Mustela putorius furo). Vet Dermatol 2018; 29: 452-e154
38 Gross TL, Ihrke PJ, Walder EJ. et al., eds. Skin Diseases of the Dog and Cat: Clinical and Histopathologic Diagnosis. 2nd ed. Oxford: John Wiley & Sons; 2008
39 Grosso DS, Boyden TW, Pamenter RW. et al. Ketoconazole inhibition of testicular secretion of testosterone and displacement of steroid hormones from serum transport proteins. Antimicrob Agents Chemother 1983; 23: 207-212
40 Guillot J, Rojzner K, Fournier C. et al. Evaluation of the efficacy of oral lufenuron combined with topical enilconazole for the management of dermatophytosis in catteries. Vet Rec 2002; 150: 714-718
41 Gull K, Trinci AP. Griseofulvin inhibits fungal mitosis. Nature 1973; 244: 292
42 Hall EJ, Miller WH, Medleau L. Ketoconazole treatment of generalized dermatophytosis in a dog with hyperadrenocorticism. J Am Anim Hosp Assoc 1984; 20: 597-602
43 Hawksworth DL, Crous PW, Redhead SA. et al. The amsterdam declaration on fungal nomenclature. IMA Fungus 2011; 2: 105-112
44 Hawksworth DL. A new dawn for the naming of fungi: impacts of decisions made in Melbourne in July 2011 on the future publication and regulation of fungal names. IMA Fungus 2011; 2: 155-162
45 Helton KA, Nesbitt GH, Caciolo PL. Griseovulvin toxicity in cats – literature review and report of 7 cases. J Am Anim Hosp Assoc 1986; 22: 453-458
46 Hill PB, Lo A, Eden CAN. et al. Survey of the prevalence, diagnosis and treatment of dermatological conditions in small animals in general practice. Vet Rec 2006; 158: 533-539
47 Hnilica KA, Medleau L. Evaluation of topically applied enilconazole for the treatment of dermatophytosis in a Persian cattery. Vet Dematol 2002; 13: 23-28
48 Hoffmann HJ. Generation of a human allergic mast cell phenotype from CD133(+) stem cells. Methods Mol Biol 2014; 1192: 57-62
49 Hughes R, Chiaverini C, Bahadoran P. et al. Corkscrew hair: a new dermoscopic sign for diagnosis of tinea capitis in black children. Arch Dermatol 2011; 147: 355-356
50 Jaham C, Page N, Lambert AJ. et al. Enilconazole emulsion in the treatment of dermatophytosis in Persian cats: tolerance and suitability. Adv Vet Dermatol 1998; 3: 299-307
51 Klein MF, Beall JR. Griseofulvin: a teratogenic study. Science 1972; 175: 1483-1484
52 Kunkle GA, Meyer DJ. Toxicity of high doses of griseofulvin in cats. J Am Vet Med Assoc 1987; 191: 322-323
53 Lappin MAS. Ringworm (dermatophytosis). J Small Anim Pract 1998; 39: 362-366
54 Legendre AM, Rohrbach BW, Toal RL. et al. Treatment of blastomycosis with itraconazole in 112 dogs. J Vet Intern Med 1996; 10: 365-371
55 Lewis DT, Foil CS, Hosgood G. Epidemiology and clinical features of dermatophytosis in dogs and cats at Louisiana State University: 1981–1990. Vet Dermatol 1991; 2: 53-58
56 Lin AN, Reimer RJ, Carter DM. Sulfur revisited. J Am Acad Dermatol 1988; 18: 553-558
57 MacKay BM, Johnstone I, O’Boyle DA. et al. Severe dermatophyte infections in a dog and cat. Aust Vet Pract 1997; 27: 86-90
58 Mancianti F, Giannelli C, Bendinelli M. et al. Mycological findings in feline immunodeficiency virus-infected cats. J Med Vet Mycol 1992; 30: 257-259
59 Mancianti F, Nardoni S, Cecchi S. et al. Dermatophytes isolated from symptomatic dogs and cats in Tuscany, Italy during a 15-year-period. Mycopathologia 2003; 156: 13-18
60 Mason KV, Frost A, O’Boyle D. et al. Treatment of a Microsporum canis infection in a colony of Persian cats with griseofulvin and a shampoo containing 2 % miconazole, 2 % chlorhexidine, 2 % miconazole and chlorhexidine or placebo. Vet Dermatol 2000; 12: 55
61 Mc Nall EG. Biochemical studies on the metabolism of griseofulvin. Ann N Y Acad Sci 1960; 81: 657-661
62 Meason-Smith C, Diesel A, Patterson AP. et al. What is living on your dog’s skin? Characterization of the canine cutaneous mycobiota and fungal dysbiosis in canine allergic dermatitis. FEMS Microbiol Ecol 2015; 91
63 Meason-Smith C, Diesel A, Patterson AP. et al. Characterization of the cutaneous mycobiota in healthy and allergic cats using next generation sequencing. Vet Dermatol 2017; 28: 71-e17
64 Meng J, Barnes CS, Rosenwasser LJ. Identity of the fungal species present in the homes of asthmatic children. Clin Exp Allergy 2012; 42: 1448-1458
65 Mignon BR, Losson BJ. Prevalence and characterization of Microsporum canis carriage in cats. J Med Vet Mycol 1997; 35: 249-256
66 Miller WHJ, Griffin CE, Campbell KL. eds. Mullers and Kirk’s Small Animal Dermatology. 7th ed. St. Louis, Missouri: Elsevier Mosby; 2013
67 Moriello KA, DeBoer DJ. Fungal flora of the coat of pet cats. Am J Vet Res 1991; 52: 602-606
68 Moriello KA, Deboer DJ. Fungal flora of the haircoat of cats with and without dermatophytosis. J Med Vet Mycol 1991; 29: 285-292
69 Moriello KA, DeBoer DJ. Environmental decontamination of Microsporum canis: in vitro studies using isolated infected cat hair. Agris 1998; 309-318
70 Moriello KA, Deboer DJ, Volk LM. et al. Development of an in vitro, isolated, infected spore testing model for disinfectant testing of Microsporum canis isolates. Vet Dermatol 2004; 15: 175-180
71 Moriello KA, Hondzo H. Efficacy of disinfectants containing accelerated hydrogen peroxide against conidial arthrospores and isolated infective spores of Microsporum canis and Trichophyton sp. Vet Dermatol 2014; 25: 191-e148
72 Moriello KA. Feline dermatophytosis: aspects pertinent to disease management in single and multiple cat situations. J Feline Med Surg 2014; 16: 419-431
73 Moriello KA. Kennel disinfectants for Microsporum canis and Trichophyton sp. Vet Med Int. 2015
74 Moriello KA. Decontamination of laundry exposed to Microsporum canis hairs and spores. J Feline Med Surg 2016; 18: 457-461
75 Moriello KA. Dermatophytosis: decontamination recommendations. In: Little S. ed. August’s Consultations in Feline Internal Medicine, Vol. 7. St. Louis: Elsevier; 2016: 334-344
76 Moriello KA, Coyner K, Paterson S. et al. Diagnosis and treatment of dermatophytosis in dogs and cats. Clinical Consensus Guidelines of the World Association for Veterinary Dermatology. Vet Dermatol 2017; 28: 266-e268
77 Moriello KA. In vitro efficacy of shampoos containing miconazole, ketoconazole, climbazole or accelerated hydrogen peroxide against Microsporum canis and Trichophyton species. J Feline Med Surg 2017; 19: 370-374
78 Moriello KA, Leutenegger CM. Use of a commercial qPCR assay in 52 high risk shelter cats for disease identification of dermatophytosis and mycological cure. Vet Dermatol 2018; 29: 66-e26
79 Mueller RS. Diagnosis and management of canine claw diseases. Vet Clin North Am Small Anim Pract 1999; 29: 1357-1371
80 Muller A, Guaguère E, Degorce-Rubiales F. et al. Dermatophytosis due to Microsporum persicolor: a retrospective study of 16 cases. Can Vet J 2011; 52: 385
81 Nam HS, Kim TY, Han SH. et al. Evaluation of therapeutic efficacy of medical shampoo containing terbinafine hydrochloride and chlorhexidine in dogs with dermatophytosis complicated with bacterial infection. J Biomed Res 2013; 14: 154-159
82 Nardoni S, Tortorano A, Mugnaini L. et al. Susceptibility of Microsporum canis arthrospores to a mixture of chemically defined essential oils: a perspective for environmental decontamination. Z Naturforsch 2015; 70: 15-24
83 Newbury S, Moriello K, Verbrugge M. et al. Use of lime sulphur and itraconazole to treat shelter cats naturally infected with Microsporum canis in an annex facility: an open field trial. Vet Dermatol 2007; 18: 324-331
84 Newbury S, Moriello KA. Feline dermatophytosis: steps for investigation of a suspected shelter outbreak. J Feline Med Surg 2014; 16: 407-418
85 Ogawa H, Summerbell RC, Clemons KV. et al. Dermatophytes and host defence in cutaneous mycoses. Med Mycol 1998; 36: 166-173
86 Paterson S. Miconazole/chlorhexidine shampoo as an adjunct to systemic therapy in controlling dermatophytosis in cats. J Small Anim Pract 1999; 40: 163-166
87 Pereira SA, Passos SRL, Silva JN. et al. Response to azolic antifungal agents for treating feline sporotrichosis. Vet Rec 2010; 166: 290-294
88 Perrins N, Bond R. Synergistic inhibition of the growth in vitro of Microsporum canis by miconazole and chlorhexidine. Vet Dematol 2003; 14: 99-102
89 Perrins N, Howell SA, Moore M. et al. Inhibition of the growth in vitro of Trichophyton mentagrophytes, Trichophyton erinacei and Microsporum persicolor by miconazole and chlorhexidine. Vet Dermatol 2005; 16: 330-333
90 Poisson L, Mueller RS, Olivry T. Canine pustular dermatophytosis of the corneum mimicking pemphigus foliaceus. Pratique medicale et chirurgical de l animal de compagnie 1998; 33: 229-234
91 Polak KC, Levy JK, Crawford PC. et al. Infectious diseases in large-scale cat hoarding investigations. Vet J 2014; 201: 189-195
92 Robert R, Pihet M. Conventional methods for the diagnosis of dermatophytosis. Mycopathologia 2008; 166: 295-306
93 Scarampella F, Zanna G, Peano A. et al. Dermoscopic features in 12 cats with dermatophytosis and in 12 cats with self-induced alopecia due to other causes: an observational descriptive study. Vet Dermatol 2015; 26: 282-e263
94 Schubach TM, Schubach A, Okamoto T. et al. Canine sporotrichosis in Rio de Janeiro, Brazil: clinical presentation, laboratory diagnosis and therapeutic response in 44 cases (1998–2003). Med Mycol 2006; 44: 87-92
95 Scott DW, Paradis M. A survey of canine and feline skin disorders seen in a university practice: Small Animal Clinic, University of Montréal, Saint-Hyacinthe, Québec (1987–1988). Can Vet J 1990; 31: 830
96 Shelton GH, Grant CK, Linenberger ML. et al. Severe neutropenia associated with griseofulvin therapy in cats with feline immunodeficiency virus infection. J Vet Intern Med 1990; 4: 317-319
97 Sierra P, Guillot J, Jacob H. et al. Fungal flora on cutaneous and mucosal surfaces of cats infected with feline immunodeficiency virus or feline leukemia virus. Am J Vet Res 2000; 61: 158-161
98 Sparkes AH, Gruffydd-Jones TJ, Shaw SE. et al. Epidemiological and diagnostic features of canine and feline dermatophytosis in the United Kingdom from 1956 to 1991. Vet Rec 1993; 133: 57-61
99 Sparkes AH, Robinson A, MacKay AD . et al. A study of the efficacy of topical and systemic therapy for the treatment of feline Microsporum canis infection. J Feline Med Surg 2000; 2: 135-142
100 Symoens F, Jousson O, Packeu A. et al. The dermatophyte species Arthroderma benhamiae: intraspecies variability and mating behaviour. J Med Microbiol 2013; 62: 377-385
101 Taylor JW. One Fungus = One Name: DNA and fungal nomenclature twenty years after PCR. IMA Fungus 2011; 2: 113-120
102 Van Cauteren H, Heykants J, De Coster R. et al. Itraconazole: pharmacologic studies in animals and humans. Rev Infect Dis 1987; 9 (Suppl. 01) S43-46
103 Van den Bossche H, Willemsens G, Cools W. et al. In vitro and in vivo effects of the antimycotic drug ketoconazole on sterol synthesis. Antimicrob Agents Chemother 1980; 17: 922-928
104 Van Tyle JH. Ketoconazole; mechanism of action, spectrum of activity, pharmacokinetics, drug interactions, adverse reactions and therapeutic use. Pharmacotherapy 1984; 4: 343-373
105 Vlaminck K, Engelen M. An overview of pharmacokinetic and pharmacodynamic studies in the development of itraconazole for feline Microsporum canis dermatophytosis. Adv Vet Dermatol 2005; 5: 130-136
106 Weitzman I, Summerbell RC. The dermatophytes. Clin Microbiol Rev 1995; 8: 240-259
107 White-Weithers N, Medleau L. Evaluation of topical therapies for the treatment of dermatophyte-infected hairs from dogs and cats. J Am Anim Hosp Assoc 1995; 31: 250-253
108 Wilcoxon F, McCallan SEA. The fungicidal action of sulphur: I. The alleged role of pentathionic acid. Phytopathology 1930; 20: 391-417
109 Willard MD, Nachreiner RF, Howard VC. et al. Effect of long-term administration of ketoconazole in cats. Am J Vet Res 1986; 47: 2510-2513
110 Willard MD, Nachreiner R, McDonald R. et al. Ketoconazole-induced changes in selected canine hormone concentrations. Am J Vet Res 1986; 47: 2504-2509
111 Willems L, Van der Geest R, De Beule K. Itraconazole oral solution and intravenous formulations: a review of pharmacokinetics and pharmacodynamics. J Clin Pharm Ther 2001; 26: 159-169
112 Yokoi S, Sekiguchi M, Kano R. et al. Dermatophytosis caused by Trichophyton rubrum infection in a dog. J Dermatol 2010; 16: 211-215
113 Ziółkowska G, Tokarzewski S. Determination of antifungal activity of Enizol: a specific disinfecting preparation. Med Weter 2006; 62: 792-796
114 Zur G, White SD. Hyperadrenocorticism in 10 dogs with skin lesions as the only presenting clinical signs. J Am Anim Hosp Assoc 2011; 47: 419-427
